肿瘤微环境（TME）的异质性和复杂性对癌症研究提出了巨大挑战。传统二维成像技术难以全面捕捉肿瘤在宏观组织、介观区域和细胞层面的动态特征，而单一的三维光学成像方法往往受限于分辨率或视野范围，无法兼顾多尺度分析需求。近年来，光片显微镜（LSFM）和共聚焦显微镜（CLSM）分别凭借大视野成像和高分辨率优势，成为肿瘤研究的重要工具。然而，如何在同一组织样本中实现两种技术的无缝衔接，并精准追踪特定区域（ROI）的跨尺度关联，始终是技术应用的瓶颈。
研究通过创新性地结合光激活染料标记与透明化试剂切换技术，开发了一套从全器官到细胞级的多尺度三维成像流程。该技术不仅解决了传统物理切片导致的ROI定位偏差问题，还首次实现了肿瘤免疫微环境的高精度空间定量分析，为评估癌症治疗响应和探索转移机制提供了全新视角。
肿瘤是由癌细胞、免疫细胞、基质细胞等异质性成分构成的复杂生态系统，其空间分布特征直接影响疾病进展和治疗效果。例如，免疫细胞浸润深度、血管异常结构、坏死区域分布等宏观特征，与特定亚区的细胞间相互作用共同决定了肿瘤的生物学行为。因此，开发能够同时解析毫米级组织结构和微米级细胞排列的多尺度成像技术，已成为癌症研究的重要方向。
光片显微镜（LSFM）通过有机溶剂透明化处理，可对小鼠全脑或整块肿瘤进行快速三维扫描，但其分辨率（通常为微米级）难以揭示细胞间相互作用细节。共聚焦显微镜（CLSM）虽能实现亚细胞级成像，却受限于数百微米的组织穿透深度。过去尝试通过物理切片衔接两种技术时，因组织回缩变形和ROI定位丢失，导致跨尺度数据难以精准关联，严重制约了三维空间分析的可靠性。
研究的核心创新在于开发了一种基于紫外光激活（UVA）染料的标记技术。这种染料在紫外光照射下会发生化学结构变化，从透明状态转变为紫色，从而在组织周围的琼脂、糖凝胶上留下清晰的标记线。这种标记方法不仅能够在光片显微镜下实现光学标记，还能通过物理切割琼脂糖凝胶保留标记位置，确保在后续的共聚焦显微镜成像中准确找到感兴趣区域。
研究突破性地实现了有机溶剂体系与水溶性糖溶液的逆向转换。通过梯度乙醇再水化处理，组织从高折射率（RI≈1.56）的疏水性透明状态恢复至亲水性，为后续免疫荧光标记和共聚焦成像创造了条件。这种可逆的透明化策略，使得同一组织样本能先后经历LSFM宏观扫描和CLSM高分辨成像，且关键区域的空间信息得以完整保留。
为验证ROI追踪精度，研究团队将荧光微球（直径50-200μm）嵌入琼脂糖模拟肿瘤组织。LSFM定位微球后，通过光激活标记和振动切片成功获取含目标微球的400μm厚切片，CLSM成像显示空间坐标偏差小于5μm。进一步通过结构相似性指数（SSIM）和特征点匹配算法（SIFT-FLANN）分析发现，LSFM与CLSM的虚拟切面图像相似度达0.68-0.89（满分1.0），轮廓匹配误差低于3%，证实了跨尺度数据的空间一致性。
在干扰素基因刺激因子激动剂处理的乳腺肿瘤模型中，LSFM宏观成像显示治疗组出现高强度自发荧光区域。通过关联CLSM三维成像发现，这些区域对应CD45+免疫细胞浸润率提升至75%（对照组仅9%），而CK8+癌细胞密度下降至10%（对照组78%）。细胞级分析进一步揭示，治疗组中80%的癌细胞与免疫细胞发生直接接触（对照组35%），且免疫细胞从基质向肿瘤实质的穿透距离增加近3倍（14μmvs.5μm），从空间维度揭示了药物诱导的免疫激活机制。
在乳腺癌脑转移模型中，LSFM全脑扫描检测到左侧皮层结构异常。通过ROI追踪获取的脑组织切片中，CLSM成功识别出直径约200μm的CK8+转移灶，并发现周围聚集大量CD45+免疫细胞。这种从全脑异常筛查到转移灶细胞级表征的无缝衔接，为研究肿瘤转移早期的免疫应答提供了重要工具。
研究建立的关联多尺度三维成像技术，首次实现了从整块肿瘤组织到特定细胞群的跨层级空间解析。通过光激活标记与可逆透明化技术的创新结合，解决了多模态成像中的ROI追踪难题，为肿瘤异质性分析、治疗响应评估和转移机制研究提供了标准化方案。实验数据证实，该技术对免疫细胞浸润、基质-肿瘤界面相互作用等关键生物学过程具备亚细胞级的定量解析能力，其精度显著优于传统分段成像方法。随着空间组学技术的快速发展，本方法与转录组、蛋白组数据的多维整合，有望绘制更全面的肿瘤微环境图谱，推动精准医学向三维空间维度纵深发展。